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1 材料与方法
1.1 材料 卵巢癌细胞株3AO取自第四军医大学西京医院妇产科实验室,体外传代培养;Epo鼠抗人单克隆抗体(实验浓度1:100)系Santa Cruz公司产品,二抗为羊抗鼠IgG及新鲜小牛血清由北京中山生物技术有限公司生产;SABC免疫组化试剂盒、Epo原位杂交试剂盒由武汉博士德生物工程公司购买;缺氧培养箱为本院神经内科实验室提供(示意图如图1),缺氧环境为95%N 2 ,5%CO 2 。
图1 缺氧培养装置示意图(略)
1.2 方法与分组 培养瓶中加入1640完全培养液(15%小牛血清,2mmol/L谷氨酸钠,1%青链霉素),培养细胞系至对数生长期使细胞密度达10 6 /ml,接种于六孔板内进行细胞爬片,24h后待细胞全部贴壁后分为两组,有氧组置于正常37℃有氧孵箱内,缺氧组置于37℃缺氧培养箱内,取2h、8h、24h三个时间段对两组细胞分别做免疫细胞化学鉴定观察:95%乙醇固定,3%双氧水室温孵育15min,去离子水冲洗后,再用正常羊血清封闭液室温孵育30min,吸去多余的血清封闭液,滴加一抗40μl,37℃孵育3h,PBS液冲洗3次,每次5min;滴加二抗,室温孵育30min,PBS液冲洗3次,每次5min;滴加SABC酶试剂,室温孵育30min,PBS液冲洗3次,每次5min;每张切片滴加2滴新鲜配制的DAB溶液显色,显微镜下观察,待显色清晰时用去离子水冲洗,苏木精复染,再用95%乙醇、无水乙醇、二甲苯脱水,中性树胶封固。每批染色均设立对照,以0.01M PBS液代替一抗为阴性空白对照。原位杂交实验所用溶液均加入1ml/L DEPC灭活RNA酶,8h后高压灭菌备用,整个实验过程严格在无核酶环境下进行,防止核酶污染造成假阴性结果,DAB显色,用不含探针的PBS溶液代替杂交液作为染色的阴性对照,用已知Epo mRNA染色阳性的胎儿肾脏组织切片作为阳性对照。
1.3 结果判断 高倍显微镜(10×40)下观察细胞着色情况,免疫组织化学半定量评分标准 [1] :即对每张切片的阳性细胞率及阳性细胞着色强度分别进行分级记分,然后根据两项之和确定其阳性表达强度。每张切片任意选5个视野,观察其细胞着色强度,无表达为阴性(0分)、阳性颗粒呈浅黄色为可疑阳性(1分)、浅棕色为弱阳性(2分)、棕黄色为阳性(3分)、棕褐色为强阳性(4分)。计算阳性细胞百分数(5个视野的平均数),无表达为阴性(0分)、1%~15%为可疑阳性(1分)、16%~50%为弱阳性(2分)、51%~85%为阳性(3分)、86%~100%为强阳性(4分)。按公式(阳性细胞表达强度×阳性细胞百分数) 1/2 计算出该标本的表达强度指数。原位杂交结果判定方法相同。
1.4 统计学方法 采用SPSS11.0统计学软件,结果用ˉx±s表示,采用t检验(因所选时间段过少未进行缺氧时间与Epo表达强度的直线相关分析)。P<0.05为有统计学意义。
2 结果
Epo的表达强度见表1,EpomRNA表达强度见表2。Epo及mRNA在有氧组弱阳性表达,胞浆可见淡黄色颗粒,缺氧组中以阳性或强阳性表达为主,棕黄色颗粒集中于胞质,胞核少量表达,明显高于对照组,差异有非常显著性(P<0.001)。
表1 不同缺氧时间Epo在卵巢癌细胞系中的表达 (略)
注:同一时间段内缺氧组与有氧组比较均P<0.001;同一组内不同时间段比较无明显差异
表2 不同缺氧时间Epo mRNA在卵巢癌细胞系中的表达 (略)
注:同一时间段内缺氧组与有氧组比较均P<0.001;同一组内不同时间段比较无明显差异
3 讨论
Epo是一种糖蛋白细胞因子,分子量34kD,由165个氨基酸组成,其基因位于19号染色体短臂。Epo早期由胎肝产生,后逐渐转移至肾脏,出生后主要由肾小管间质细胞分泌。当机体缺氧时,肾小管间质细胞周围氧分压下降,改变了胞浆中的还原状态后启动缺氧诱导因子(HIF-1)最终造 成Epo表达增多。Zaman等 [2] 进一步研究证实,在Epo基因的3′-端存在低氧诱导增强子,而在5′-端旁侧序列上含有转录因子的结合位点,低氧条件下,这些顺势调节元件与细胞核内反式作用因子特异性结合,相互作用致Epo基因表达增强。低氧还可能通过增加中间代谢产物前列腺素、腺苷酸的局部浓度,提高细胞内第二信使的水平,加强了Epo的基因转录。
本结果通过免疫细胞化学的方法鉴定卵巢癌细胞系3AO中Epo的表达情况,发现在正常条件培养的3AO细胞存在Epo的少量表达,主要集中于卵巢癌细胞浆中及核膜上,并且在缺氧条件下表达明显增高,据此我们可以认为Epo在卵巢癌细胞系中的表达是一种自分泌,即作为内源性保护因子起作用,其平时处于静息状态或低表达,当组织受到外界不良刺激(缺氧)后会迅速高表达,来对抗缺氧的不良环境。
众所周知,大部分恶性肿瘤的发生是组织细胞丧失自发凋亡的能力形成所谓“永生化”细胞克隆,强大的抗凋亡能力也使其细胞快速、无限制的分裂增殖,导致其生物学的“恶性”行为。Epo的抗凋亡作用最先在研究其对中枢神经系统的作用时被发现。Bernaudin等 [3] 发现,大鼠大脑中动脉栓塞前24h脑室内注射Epo,可有效减少梗塞面积,且存在剂量依赖效应;Juul等 [4] 在体外缺氧条件下培养人类神经元,加入生理剂量的人基因重组Epo(rHuEpo)后细胞的DNA断裂现象明显被抑制。可见,Epo在缺氧条件下抑制正常组织细胞凋亡的作用被确定。本实验提示我们,对于缺氧环境中体外培养的卵巢癌细胞,Epo作为始动因子,迅速表达,也可能发挥着重要的抗凋亡作用。
缺氧是体内恶性肿瘤微环境的重要特征,也是引起放化疗耐受的重要因素,同其他抗凋亡因子一样,Epo只是暂时性的阻断细胞死亡,尽量降低缺氧、缺血所造成的组织损伤,将坏死过程推迟,本实验中我们也未发现Epo的表达与缺氧持续时间的相关关系。如不能彻底解除缺氧缺血,细胞死亡仍难避免。新的血管生成就成为肿瘤细胞存活、瘤体生长所必需。研究证实,Epo还具有促进新生血管生成的作用,且其促血管生成作用与目前公认的最重要、作用最强的促血管生成因子VEGF作用相当,因此被一些学者认为是一种新的强效促血管生成因子 [5] 。
血管生成及抗凋亡是肿瘤维持恶性生长的重要保证,我们在本实验中初步证实了卵巢癌细胞系中存在Epo的表达且可被缺氧所诱导加强;Yasuda等 [6] 也发现,Epo及其受体在女性生殖系恶性肿瘤中mRNA的表达高于正常组织,因此我们认为Epo与卵巢癌的生长发生具有密切关系,搞清其如何在卵巢癌中发挥抗凋亡、促血管生成作用,将对卵巢癌的预防治疗具有相当大的实用价值,这将是我们下一步研究的重点。
参考文献
1 Watanabe H,Kanzaki H,Narukawa S.Bcl-2and Fas expression in eutopic and ectopic human endometrium during the menstrual cycle in relation to endometrial cell apoptosis.Am J Obstet Gynecol,1997Feb,176(2):360-368.
2 Zaman K,Ryu H,Hall D,et al.Protection from oxidative stress-in-duced apoptosis in cortical neuronal cultures by iron chelators is associ-ated with enhanced DNA binding of hypoxia-inducible factor-1and ATF-1/CREB and increased expression of glycolytic enzymes,p21[waf1/cip1],and erythropoietin.J Neurosci,1999,19(22):9821-9830.
3 Bernaudin M,Marti HH,Roussel S,et al.Potential role for erythropoi-etin in focal permanent cerebral ischemia in mice.J Cereb Blood Flow Metab,1999,19(6):643-651.
4 Juul SE,Anderdon DK,Li Y,et al.Erythropoietin and erythropoietin re-ceptor in the developing human central nervous system.Pediatr Res,1998,43(1):40-49.
5 Jaquet K,Krause K,Tawakol-Khodai M,Erythropoietin and VEGF exhibit equal angiogenic potential.Microvasc Res,2002,64(2):326-333.
6 Yasuda Y,Fujita Y,Masuda S,et al.Carcinogenesis,2002,23(11):1997-2005.
作者单位:710032陕西西安第四军医大学西京医院妇产科( △ 通讯作者)
721006陕西宝鸡解放军第537医院妇产科