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【摘要】 肝窦内皮细胞是肝脏非实质细胞的主要细胞群，由肝窦内皮细胞构成的肝窦壁是全身毛细血管壁中唯一缺乏基膜的毛细血管窗孔，是肝窦内皮细胞最具特征性的结构。肝窦内皮细胞在调节肝窦血流与周围组织的物质交换中起有效的中枢性的作用，因此肝窦内皮细胞对于维持正常的肝功能起十分重要的作用。同时肝窦内皮细胞在肝脏的生理病理过程中发挥着诸多的重要功能。
【关键词】 肝窦内皮细胞；窗孔；微循环；免疫耐受
众所周知肝脏有四种不同脉管系统，尽管它们彼此联系紧密，但由于通过的血流性质的不同，功能也有明显的差别。肝窦是特化的毛细血管网，是肝血流和肝实质细胞间多种代谢物质交换的场所。肝窦由以下4种不同的细胞构成：肝窦内皮细胞（sinusoidal endothelial cell，SEC）、枯否细胞、星状细胞及隐窝细胞。SEC是主要的细胞群，占这些细胞数的70%［1］，因此肝窦内皮细胞对于维持正常的肝功能起着十分重要的作用。同时肝窦内皮细胞在肝脏的病理生理过程中发挥着诸多的重要功能。
1 肝窦内皮细胞的结构特征
生理条件下由于窗孔结构的存在和缺乏内皮下完整基膜的结构，由SEC构成的肝窦壁是全身毛细血管壁中唯一缺乏基膜的毛细血管。窗孔是SEC最具特征性的结构，除窦内的血细胞外，血浆成分均能从窗孔进入Disse间隙，进行物质交换。
1.1 SEC窗孔大小及调节机制 1970年Wisse首先描述了电镜下SEC的窗孔结构［2］，窗孔是SEC最具特征性的结构，从＜10nm至1～2μm不等，对于是否存在大窗孔一直有争议。大体上，扫描电镜下内皮细胞的窗孔直径在150~175 nm之间，出现频率为每9~13μm2，约占内皮细胞表面积的6%~8%。同时也有＞400nm者，在排除了电镜伪像后，认为大窗孔由周围的小窗孔融合而成。
窗孔为动态结构，它不仅与肝窦的通透性相关，而且与肝窦血流的调节相关，窗孔的大小除受机械性作用调控外，还受多种神经体液因素的影响，其影响因素主要有：（1）受肝窦压力大小和Ca2+肌动蛋白微丝的调节［3］；Rho 通过调节肌动蛋白而调节窗孔的改变［4］；（2）肝窦周围分布着神经末梢，交感和副交感神经传出的刺激（去甲肾上腺素和乙酰胆碱等递质的释放）分别使窗孔缩小和扩大［5］；（3）内毒素、乙醇、超氧阴离子、过氧化物、转化生长因子β能直接作用于SEC 使窗孔缩小，降血脂药、视黄酸则能使窗孔扩张；（4）细胞外间质亦参与SEC窗孔大小的调节，Disse腔中间质胶原的沉积与SEC失窗孔化有关；（5）作用于微管的药物——细胞松弛素可使微管解聚，引起窗孔结构改变。ATP产生不足也影响窗孔结构的维持，葡萄糖可使缺氧损伤时的窗孔结构部分恢复。另有研究表明病毒感染SEC可使窗孔数目与直径减少，而使用细胞松弛素无法逆转这一改变，提示窗孔改变尚有其他机制参与。
1.2 SEC的异质性 SEC的窗孔类型在肝小叶不同区域间有很大的差别，小窗孔均匀分布于全小叶，扫描电镜显示肝小叶不同部位的SEC窗孔直径和数目略有差异，SEC窗孔直径在汇管区比小叶中央区大，而窗孔数目则小叶中央区较多，扫描电镜下的观察显示从门静脉周到小叶中心区域，导致窗孔的出现率为6%～8%［1~6］。SEC的异质性同样表现在结构上，从小鼠肝脏中已分离出两种特征不同的SEC，分别为Ⅰ型和Ⅱ型，即不同腺泡区SEC的窗孔总面积与细胞总面积比值相差很大以及细胞功能标志物的差异［8］。根据SEC表达的半乳糖受体、甘露糖受体和孔率3个指标将SEC分成两类，即低孔率细胞（主要在汇管周围，糖受体表达较多）和高孔率细胞（主要在中央静脉周围，糖受体表达很低）。SEC的这种异质性与其功能有密切关系，位于不同区域的SEC其功能也不同。今年来发现不同区域的SEC的功能可被IL-1Β诱导相互转换［6］。
1.3 SEC的其他结构特征 新的研究发现在核周硬膜包被的微胞饮小泡和许多溶酶体样空泡，其与SEC的良好的内吞活性有关，部分核内见有特殊的球棘小体［7］，它可能与血浆蛋白的吸收有关。Yokomori 等发现Ca2+，Mg2+-ATPaseSEC窗孔质膜的外层，而Ca2+泵ATPase则定位于内层，这就说明SEC窗孔的质膜参与胞浆内Ca2+的调节［8］。
2 SEC 的生理功能
SEC特有的成簇状的窗孔具有动态滤波器的作用，肝窦内皮在调节肝窦血流与周围组织的物质交换中起有效的中枢性的作用，肝窦血留中的液体、溶质及颗粒经窗孔在肝窦腔和Disse间隙进行交换。以小囊泡、通道、隔膜以及窗孔为标志的特殊转运系统的存在说明了肝窦内皮对液体、溶质及大分子颗粒具有高通透性。目前的研究表明内皮的转运过程是多相的过程，大部分物质的转运据它自身的大小、电荷及化学作用；另有一部分物质的转运过程则通过肝窦内皮细胞的内吞；其他的则通过胞转作用。但在肝窦毛细血管以上这些方式的转运往往是同时发生的［2］。
2.1 对变性大分子脂质的清除功能 Wisse等在早期的报道中指出，SEC的胞浆中包含硬膜包被的微胞饮小泡及微囊泡，静脉内注射二氧化钍颗粒的大部分微囊泡吸收，基于这些发现，他们推测SEC参与血浆蛋白的消化和吸收。关于其功能的系列研究表明，SEC不仅可以通过受体介导内吞从血液循环中清除大量的可溶性物质。而且可以吸收修饰或变性的蛋白这些大分子中物质，在炎症情况下可以极大地加强它的吸收能力［5］，这些被修饰或变性大分子的受体为最初在巨噬细胞表面发现的清除剂受体。SEC是吸收和降解乙酰化低密度脂蛋白的主要场所。通过肝脏吸收的阴性脂质体约为中性脂质体的6～10倍，而阴性脂质体的吸收表现出明显的SEC特异性，清道夫受体抑制剂减少了约2倍阴性脂质体的吸收，表明清道夫受体参与它的清除机制［6］。SEC主要表达五类高负载受体清道夫受体、甘露糖受体、透明质烷受体、胶原受体、免疫球蛋白G Fc 受体。肝脏中上述5种受体的可溶性的配体分子只通过SEC的内吞清除［7］。
2.2 对细胞外基质的摄取 研究证明某些细胞外基质成分主要通过SEC内吞清除。透明质酸（HA）是由葡萄糖醛酸和乙酰葡萄糖胺构成的二糖单位聚合的基质多糖，是基质的主要构成成分，Fraser 报道约88%放射标记的HA通过肝脏降解吸收。随后的研究表明SEC在HA的吸收中起主要作用［8］。最近有报道SEC表面存在特征性的HA受体，Zhou 等发现了SEC表面的两种分别为175 kDa 和 300kDa 的HA受体，175 kDa亚单位的HARE 同时识别硫酸软骨素及硫酸皮肤素［9］，这些发现说明SEC通过共同的受体特异性的识别和内摄这一类葡萄糖胺聚糖。研究发现一类新的HA受体家族Stabilin-1 和Stabilin-2，它们主要表达在肝脏、脾脏、淋巴结的内皮细胞以及巨嗜细胞表面，而在SEC Stabilin-2的表达明显占优势，Stabilin具配体结合特性，同时结合内涵蛋白及衔接蛋白。Stabilin-2参与SEC的早期内吞途径，清除血液中HA［10］。伴随着肝窦的毛细血管化，SEC失去对HA的吸收能力，形态学的特征表现为SEC窗孔的消失和基膜的形成。Braet 等报道窗孔结构的维持依赖于细胞内ATP水平，但SEC对HA的吸收是否为ATP依赖的过程还有待进一步明确［11］。胶原等细胞外基质成分也通过肝血流由SEC清除，Ｉ型胶原主要通过SEC的内吞作用清除，但其受体尚不清楚，但一个共识为SEC在变性胶原的清除中起重要作用。基于以上认识，Smedsrod提出在脊椎动物普遍存在的对废物大分子具有高度排除活性的清除内皮系统的概念［12］。SEC可以高效地摄入质粒DNA，迅速地将其降解并迅速地将降解产物释放到细胞外［13］。
2.3 抗原递呈功能 内皮细胞具有向T淋巴细胞递呈抗原的功能，来自胃肠道的大量食物性及细菌性抗原经门静脉流向肝脏，使肝脏存在大量抗原物质，因此可以假设SEC参与肝脏的局部免疫调节，SEC表达CD40，CD54，CD80，CD86，MHC-Ｉ，MHC-Ⅱ与抗原递呈相关，在肝脏枯否细胞及数突状细胞是已知的巨嗜细胞系抗原递呈细胞，SEC应该为第三种抗原递呈细胞，SEC参与免疫调节主要为通过SEC的抗原递呈，形成免疫耐受的形成而不是CD8+ T 淋巴细胞介导的特异性抗原，在鼠肝移植模型中，从而抑制由各种食物性抗原引起的过度的免疫应答。在鼠肝移植模型中，CD105(+)的SEC可以诱导移植物经过MHC屏障，而无T淋巴细胞应答。这些研究表明SEC和枯否细胞及数突状细胞一起调节肝脏的免疫应答［14，15］。
3 肝窦内皮细胞在肝脏微循环及氧代谢中的作用
进入肝的血管有门静脉和肝动脉，故肝的血供丰富。门静脉是肝的功能血管，将从胃肠吸收的物质输入肝内。门静脉在肝门处分为左右两支，分别进入肝左、右叶，继而在肝小叶间反复分支，形成小叶间静脉。小叶间静脉分出小支，称终末门微静脉，行于相邻两个肝小叶之间。终末门微静脉的分支与血窦相连，将门静脉血输入肝小叶内。肝动脉血富含氧，是肝的营养血管。肝动脉的分支与门静脉的分支伴行，依次分为小叶间动脉和终末肝微动脉，最后也通入血窦。小叶间动脉还分出小支，供应被膜、间质和胆管。因此，肝血窦内含有门静脉和肝动脉的混合血液。肝血窦的血液，从小叶周边流向中央，汇入中央静脉。中央静脉的内皮外无平滑肌，仅有少量结缔组织。若干中央静脉汇合成小叶下静脉，它单独行于小叶间结缔组织内，管径较大，壁较厚。小叶下静脉进而汇合成2～3支肝静脉，出肝后入下腔静脉。所以肝脏微循环有两大特征，其一为相当于毛细血管的肝窦有其独特的结构特点［16］。因为SEC在生理情况下有多数窗孔，除窦内的血细胞外，血浆成分均能从窗孔和细胞间隙自由出入狄氏间隙，进行物质交换，使循环中的营养成分、氧等重要的物质进入肝细胞，因此，SEC在维持肝细胞的代谢及氧供中起着重要作用。其二为有门静脉和肝动脉两个输入系统，由于血流从门静脉和肝动脉到中央静脉的特殊性以及沿着肝窦内皮细胞的耗氧过程，从而在肝脏内形成了明显的氧分压梯度，氧分压从门脉周围区域65mmHg降至中央静脉周围的35mmHg［17，18］，同时加上SEC的特殊解剖位置成为肝窦内皮细胞对缺血、缺氧损伤耐受力差的主要原因。
【参考文献】
1 Katsuhiko Enomoto，Yuji Nishikawa，Yasufumi Omori，et al.Cell biology and pathology of liver sinusoidal endothelial cells.Med Electron Microsc，2004，37:208-215.
2 Filip Braet，Eddie Wisse.Structural and functional aspects of liver sinusoidal endothelial cell fenestrae: a review.Comparative Hepatology，2002，1:1.
3 Nagai T，Yokomori H，Yoshimura K.Actin filaments around endothelial fenestrae in rat hepatic sinusoidal endothelial cells.Med Electron Microsc，2004，37(4):252-255.
4 Yokomori H，Yoshimura K，Funakoshi S.Rho modulates hepatic sinusoidal endothelial fenestrae via regulation of the actin cytoskeleton in rat endothelial cells.Lab Invest，2004，84(7):857-864.
5 Ueno T，Bioulac-Sage P，Balabaud C.Innervation of the sinusoidal wall: regulation of the sinusoidal diameter.Anat Rec A Discov Mol Cell Evol Biol，2004，280(1):868-873.
6 Braet F，Muller M，Vekemans K，et al.Le Couteur DG (2003)Antimycin A-induced defenestration in rat hepatic sinusoidal endothelial cells.Hepatology，2003，38:394-402.
7 Elvevold KH，Nedredal GI，Revhaug A，et al.Scavenger properties of cultivated pig liver endothelial cells.Comparative Hepatology，2004，3（1）：4.
8 Yokomori H，Oda M，Ogi M，et al.Hepatic sinusoidal endothelial fenestrae express plasma membrane Ca2+pump and Ca2+ Mg2+-ATPase.Liver，2000,20(6):458-464.
9 Weigel JA，Weigel PH.Characterization of the recombinant rat 175-kDa hyaluronan receptor for endocytosis (HARE).J Biol Chem，2003，278:42802-42811.
10 Hansen B，Longati P，Elvevold K.Stabilin-1 and stabilin-2 are both directed into the early endocytic pathway in hepatic sinusoidal endothelium via interactions with clathrin/AP-2，independent of ligand binding.Exp Cell Res，2005，303(1):160-173.
11 Rothkopf C，Fahr A，Fricker G.Uptake of phosphatidylserine-containing liposomes by liver sinusoidal endothelial cells in the serum-free perfused rat liver.Biochim Biophys Acta，2005，1668(1):10-16.
12 Seternes T，Sorensen K，Smedsrod B.Scavenger endothelial cells of vertebrates: a nonperipheral leukocyte system for highcapacity elimination of waste macromolecules.Proc Natl Acad Sci USA，2002，99（11）：7594-7597.
13 Hisazumi J，Kobayashi N，Nishikawa M.Significant role of liver sinusoidal endothelial cells in hepatic uptake and degradation of naked plasmid DNA after intravenous injection.Pharm Res，2004，21(7):1223-1228.
14 Onoe T，Ohdan H，Tokita D.Liver sinusoidal endothelial cells have a capacity for inducing nonresponsiveness of T cells across major histocompatibility complex barriers.Transpl Int，2005，18(2):206-214.
15 Tokita D，Ohdan H，Onoe T.Liver sinusoidal endothelial cells contribute to alloreactive T-cell tolerance induced by portal venous injection of donor splenocytes.Transpl Int，2005，18(2):237-245.
16 吴谨，张兴荣.肝窦内皮细胞和肝脏微循环.肝脏，2002，5(4)：244-245.
17 严律南.现代肝脏移植学.北京：人民军医出版社，2004，43.
18 Jungermann K，Kietzmann T.Zonation of parenchymal and nonparenchymal metabolism in liver.Annu Rev Nutr，1996，16:17.
(编辑：李建伟)
作者单位： 225001 江苏扬州，扬州大学第二临床医学院普外科