可吸收性细胞外基质在泌尿外科重建中的应用

【摘要】  　　可吸收性的细胞外基质是组织工程的一个重要组成部分，因本身的某些特性使其在组织工程重建中发挥不可替代的作用。在泌尿外科，其已被广泛应用于膀胱、输尿管和尿道等的重建研究。本文综合近年来的文献对可吸收性的细胞外基质在尿路修复重建中的研究进展作一介绍。

【关键词】  细胞外基质　组织工程　重建外科

　　泌尿外科重建术是治疗一些由先天性或因炎症、肿瘤、创伤而引起的泌尿系病变的一种治疗方法。由于缺乏足够的自体泌尿系组织作为修复物,研究人员尝试用天然或合成材料作为泌尿系组织重建术的替代材料。
   
　　组织工程学的兴起为泌尿系组织或器官的重建开辟了新的途径[1]。组织工程采用经选择的尿路细胞或其他器官细胞,通过培养塑形,再移植回宿主产生具有功能的新的泌尿生殖器官,有效解决了这个既往较大的难题[24]。
   
　　细胞外基质(extra cellular matrix, ECM)是组织工程的一个重要内容，一方面作为细胞生长与组织再生的支架，为细胞生长提供适宜的微环境；另一方面，自身会逐步降解吸收。ECM移植物最终会被新生组织所替代，实现器官结构与功能的重建。泌尿系统常用的ECM可分为三种：①人工合成支架，如聚羟基乙酸(ployglycolic acid, PGA)、聚乳酸(polylactic acid, PLA)等；②天然材料制成的ECM，如胶原、蛋白多糖等；③天然ECM框架，如膀胱黏膜下层(bladder acellular matrix graft, BAMG)、小肠黏膜下层(small intestine submucosa, SIS)等。
   
　　ECM的应用始于上世纪80年代，当时SIS被成功应用于实验动物的血管替换移植物。此后，ECM在各种动物模型中得到应用和进一步研究。在泌尿外科，较多的实验研究集中在膀胱、输尿管和尿道几方面。

　　1  ECM的特性

　　1.1  ECM可以完全被吸收降解  作为大多数ECM的首要特性是它们的结构是非交联的，倾向于移植之后可以几乎被完全吸收，移植物最终被正常组织所逐步替代而不再存在。应用放射性标记技术发现，在组织学上，ECM在狗的膀胱和大鼠肌肉中28d消失，在狗的大动脉中90%于60d左右消失，在狗的膀胱90%在3个月之内消失。

　　1.2  ECM促进组织细胞的长入  ECM的第二个特性是它有促进细胞向内生长的特性。这种特性部分是由于潜在的天然的细胞间的相互作用，部分是由于ECM为周围组织细胞向内生长提供了结构支持和必需的细胞外蛋白。随着时间的推移，ECM移植物被周围正常组织长入并取代。有研究将SIS用于鼠的膀胱重建发现，移植物再生的膀胱组织具有正常的收缩功能，同时也可以检测出与正常膀胱相同的胆碱能受体、嘌呤能受体和β肾上腺能受体，提示了神经的再生。

　　1.3  ECM内的生长因子加速细胞的内生长  即使在经过灭菌处理过的ECM中也依然存在有功能的生长因子。这些生长因子加速组织的内生长，同时也可能是ECM移植物中新生血管快速形成的重要原因。例如在SIS中可检测到的生长因子包括基本的成纤维生长因子，血管内皮生长因子[5]，以及转化生长因子等。这些生长因子的作用各不相同，但都具有促进活跃的内生长作用。

　　1.4  ECM被移植入体内后其韧性会更增加  在干燥状态下，ECM比较易碎并且容易裂缝，但是在生理盐水中浸泡5min，即使是仅0.1mm的单层SIS也变得很难撕裂。在被移植入体内之后，ECM会变得更加强韧。“戴维斯法则”认为软组织在被施压的时候会变得更加强韧，研究显示，SIS血管移植物在被移入体内3个月后会比刚刚移植时强韧3倍以上；而在SIS替代腹壁的研究中发现它比原腹壁要强韧5倍以上。

　　1.5  ECM具有免疫相容性  ECM极少在移植后引起免疫排斥反应。它无细胞，缺少抗原，不会发生超敏反应，也不会发生超急性排斥反应，在ECM移植物被植入后均没有在临床或者组织学上有发生排斥反应证据。即使是补体激活这样的非特异性免疫反应也未见发生。有趣的是，有证据提示在ECM中存在某种未知因子，可以通过妨碍局部γ干扰素的表达而抑制T辅助细胞，从而抑制局部的免疫反应。

　　2  ECM在泌尿外科的应用

　　2.1  膀胱  应用ECM移植物的膀胱扩大重建已经有很多动物实验数据的支持。SIS已经成功的应用于各种动物，如鼠、狗、小型猪等，并且最终都可形成有功能的膀胱。将从鼠、狗、仓鼠以及兔的膀胱中取得的BAMG移植物应用于鼠的膀胱扩大成形术，发现也可形成具有正常结构和收缩功能的膀胱，并且有神经纤维的再生。
   
　　为了更好的发挥ECM的作用，人们又进行了一些创新性的探索。Schultheiss等[6]取猪的小肠节段进行脱细胞，但保留空肠动静脉蒂，将此脱细胞基质接种内皮细胞重新血管化，发现可以促进接种于基质上的膀胱上皮细胞和平滑肌的营养支持和成活，从而提高了移植物的成活几率。Danielsson等[7]将马的胶原支架在接种膀胱平滑肌细胞前涂一层胎牛血清蛋白，经过这样处理之后，可明显促进接种的平滑肌细胞的成活，并减少替代后炎症的发生。此外有学者对新的ECM进行了有益的尝试，其采用疏松多孔的氨甲酸聚乙酯作为支架材料，发现接种膀胱平滑肌细胞后，细胞在此种支架材料上生长良好，认为氨甲酸聚乙酯有潜力成为一种新的支架材料[8]。Hattori等[9]在胶原基质补片进行膀胱修补之前，先植入网膜中1周，然后将胶原基质和游离的网膜皮瓣一起来修补膀胱缺损，研究发现通过这样的方法，可明显促进补片血供的形成，有利于膀胱在结构和功能上的恢复。Zhang等[10]则应用骨髓基质细胞代替膀胱平滑肌细胞种植于SIS上，修补膀胱缺损，取得了良好的效果，从而认为骨髓基质细胞可以作为泌尿系组织重建的新的替代细胞的来源。
   
　　此外，2006年4月有研究应用胶原和聚乙醇酸等支架材料形成膀胱形状，在7例脊髓脊膜膨出患者的神经原性膀胱上活检切取1-2cm2的膀胱组织，从中分离出膀胱移行上皮细胞和膀胱平滑肌细胞，并分别在体外进行培养扩增，然后种植到支架上，制成人造膀胱，术后随访近4年，膀胱功能均较前有所改善，这是世界上首次在体外培育出完整的人体器官并得到实际应用[1113]。

　　2.2  输尿管  利用ECM移植物进行输尿管的替代依然还有争议。鼠的输尿管缺失部分可以被同种异体的输尿管ECM移植物成功替代，并在4个月内形成正常的输尿管的结构，包括上皮、血管、平滑肌，甚至神经的形成。然而，这个研究也受到质疑，因为在实验进行中，输尿管中被放置了支架，如果支架被取出，输尿管是否还可以保持通畅还不清楚。在对兔的输尿管ECM替代研究中也发现最终可以形成正常输尿管的结构，并且出现了旺盛的血管增生。利用SIS进行猪的输尿管重建也取得了成功[14]。
   
　　ECM在输尿管另一个可能的应用，就是作为输尿管端端吻合术或者开放性输尿管修补术后的支架。根据已进行的实验，第一代的胶原筋膜移植物已经被成功用作兔输尿管修补后的支架。

　　2.3  尿道  一系列的ECM移植物已经被成功应用于尿道重建的实验与临床研究。Parnigotto等[15]使用同种脱细胞动脉基质修复兔尿道，组织学观察可见随时间的延长，新生的尿道上皮层炎症反应消失，胶原纤维及平滑肌束转化为正常尿道样组织，移植物内血管化丰富。Sievert等[16]用同种异体脱细胞尿道基质修复兔长达1cm左右的缺损，术后10d，上皮细胞从宿主迁移至基质支架，术后3周基质支架的尿道管腔完全由上皮细胞覆盖，3个月时可见平滑肌细胞束长入到基质，6个月时平滑肌细胞束覆盖了三分之一的基质支架，尿道动力学示实验组及对照组无差别，8个月时行尿道造影未能辨别宿主及移植物，他们认为该材料可用于一期尿道重建。此外，SIS和兔阴茎白膜衍生的ECM移植物也已经成功应用于兔的佩罗尼氏病模型的尿道重建[1718]。
   
　　同种材料在修复尿道时不易引起排斥反应，但在临床应用时，自体组织来源有限，故有学者尝试利用异种材料，如用狗脱细胞尿道基质修复兔尿道，术后组织学检查示基质完全上皮化，且有血管生长，6个月未见排斥反应，早期排尿通畅[19]。Rotariu等[20]用猪SIS修复兔的尿道缺损，组织学检查见基质中新生的尿道组织层几乎与正常的无差别。
   
　　有报道将脱细胞膀胱黏膜基质应用于临床，为28例尿道狭窄患者进行尿道重建，术后随访，28例患者中，4 例轻度狭窄，1例尿瘘，于1年后自行修复，其余23例术后排尿通畅且无并发症，活体标本组织检查可见典型的分层尿道上皮形成[21]。Mantovani等[22]将猪脱细胞小肠黏膜基质用于临床修复5例长段尿道缺损，其中4例男性尿道狭窄段长达10cm，1例女性尿道狭窄段长3cm，术后随访，1个月时都能保持尿道通畅及正常尿流量，2个月后可见自体尿道组织长入基质支架中，6个月时尿道造影及动力学检测结果均满意。

　　3  展望
   
　　在泌尿外科领域，对可吸收性ECM的研究，大部分还仅仅处于实验或初步的临床研究阶段，而且可吸收性ECM本身也存在一定问题。如易传播一些隐匿性疾病：乙肝、丙肝、AIDS 等；脱细胞技术目前还没有完全成熟。为了更好的应用可吸收性ECM，需要进行更为深入的研究工作，我们相信这些问题会随着获取可吸收性ECM技术的提高而得到相应的解决。可吸收性ECM凭借其良好的特性和应用前景，势必被逐渐推广至越来越多的组织工程和再生医学领域。

【参考文献】
  　　[1]Atala A. Technology insight: Applications of tissue engineering and biological substitutes in urology [J]. Nat Clin Pract Urol, 2005, 2(3):143149.

　　[2]Lo KC, Whirledge S, Lamb DJ. Stem cells: implications for urology [J]. Curr Urol Rep, 2005, 6(1):4954.

　　[3]Maurer S, Feil G, Stenzl A. In vitro stratified urothelium and its relevance in reconstructive urology [J]. Urology A, 2005, 44(7):738742.

　　[4]Zhang Y, Lin H K, Frimberger D, et al. Growth of bone marrow stromal cells on small intestinal submucosa: an alternative cell source for tissue engineered bladder [J]. BJU Int, 2005, 96(7):11201125.

　　[5]Hodde JP, Record RD, Liang HA, et al. Vascular endothelial growth factor in porcinederived extracellular matrix [J]. Endothelium, 2001, 8(1):1124.

　　[6]Schultheiss D, Gabouev AI, Cebotari S, et al. Biological vascularized matrix for bladder tissue engineering: matrix preparation, reseeding technique and shortterm implantation in a porcine model [J]. J Urol, 2005, 173(1):276280.

　　[7]Danielsson C, Ruault S, BassetDardare A, et al. Modified collagen fleece, a scaffold for transplantation of human bladder smooth muscle cells [J]. Biomaterials, 2006, 27(7):10541060.

　　[8]Danielsson C, Ruault S, Simonet M, et al. Polyester urethane foam scaffold for smooth muscle cell tissue engineering [J]. Biomaterials, 2006, 27(8):14101415.

　　[9]Hattori K, Joraku A, Miyagawa T, et al. Bladder reconstruction using a collagen patch prefabricated within the omentum [J]. Int J Urol, 2006, 13(5):529537.

　　[10]Zhang Y, Lin HK, Frimberger D, et al. Growth of bone marrow stromal cells on small intestinal submucosa: an alternative cell source for tissue engineered bladde [J]. BJU Int, 2005, 96(7):11201125.

　　[11]Atala A, Bauer S B, Soker S, et al. Tissueengineered autologous bladders for patients needing cystoplasty [J]. Lancet, 2006, 367(9518):12411246.

　　[12]Atala A. Recent developments in tissue engineering and regenerative medicine [J]. Curr Opin Pediatr, 2006, 18(2):167171.

　　[13]Chung SY. Bladder tissueengineering: a new practical solution [J]? Lancet, 2006, 367(9518):12151216.

　　[14]Smith TG 3rd, Gettman M, Lindberg G, et al. Ureteral replacement using porcine small intestine submucosa in a porcine model [J]. Urology, 2002, 60(5):931934.

　　[15]Parnigotto PP , Gamba PG, Conconi MT , et al. Experimental defect in rabbit urethra repaired with acellular aortic matrix [J]. Urol Res, 2000, 28(1):4651.

　　[16]Sievert KD, Bakircioglu ME, Nunes L, et al. Homologous acellular matrix graft for urethral reconstruction in the rabbit :histological and functional evaluation [J]. J Urol, 2000, 163(6):19581965.

　　[17]Monga M, Cosgrove D, Zupkas P, et al. Small intestinal submucosa as a tunica albuginea graft material [J]. J Urol, 2002, 168(3):12151221.

　　[18]Wefer J, Schlote N, Sekido N, et al. Tunica albuginea acellular matrix graft for penile reconstruction in the rabbit: a model for treating Peyronie's disease [J]. BJU Int, 2002, 90(3):326331.

　　[19]Sievert KD, Wefer J, Bakircioglu ME, et al. Heterologous acellular matrix graft for reconstruction of the rabbit urethra histological and functional evaluation [J]. J Urol, 2001, 165(6 Pt 1):20962102.

　　[20]Rotariu P, Yohannes P, Alexianu M, et al. Reconstruction of rabbit urethra with surgisis small intestinal submucosa [J]. J Endourol, 2002, 16(8):617620.

　　[21]EiKassaby AW, Retik AB, Yoo JJ, et al. Urethral stricture repair with an offtheshelf collagen matrix [J]. J Urol, 2003,169(1):170173.

　　[22]Mantovani F, Trinchieri A, Mangiarotti B, et al. Reconstructive urethroplasty using porcine acellular matrix: preliminary results [J]. Arch Ital Urol Androl, 2002, 74(3):127128.

　　(编辑 刘 华)

作者单位：上海交通大学附属第六人民医院泌尿外科，上海 200233