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【关键词】 骨髓基质细胞 炎症趋化因子类 细胞黏附分子 迁移
骨髓基质细胞(BMSC)是骨髓细胞中除去造血干细胞（非黏附细胞）之外的黏附细胞部分，也称为塑料黏附细胞、克隆形成单位成纤维细胞或骨髓间充质干细胞(MSC)。BMSC向组织迁移及穿过内皮的机制还不清楚，很可能通过损伤组织表达特殊的受体或配体促进BMSC向其迁移。趋化因子受体及其配体是影响白细胞向炎症区迁移过程中的重要成分。最近的研究表明, BMSC也表达趋化因子受体及配体。另外，一些在白细胞迁移、穿过内皮细胞过程起重要作用的黏附分子在BMSC中也有表达。
1 趋化因子及其受体
1.1 趋化因子
趋化因子是一类小分子分泌蛋白,参与炎症和免疫应答过程,如诱导淋巴细胞游走到炎症部位、参与天然免疫和获得性免疫应答、刺激或抑制血管的生成、抑制病毒感染和增强细胞毒T淋巴细胞应答等。现已发现的趋化因子有50多种，它们均含有4个半胱氨酸，并在内部形成2个二硫键，根据其分子N端半胱氨酸残基（Cys或C）的数目和排列位置可分为4个亚家族，即CXC、CC、C和CX3C亚家族[1]。CXC、CC、CX3C亚家族均含有4个Cys，其中CXC亚家族中前2个Cys被一个氨基酸隔开，而在CC家族中2个Cys则直接相邻。CXC亚家族主要作用于中性粒细胞、淋巴细胞和单核细胞。CC亚家族主要作用于单核细胞、淋巴细胞、嗜酸性粒细胞和嗜碱性粒细胞。CX3C亚家族即fractalkine(又称neurotactin),作用于自然杀伤细胞、活性T细胞和单核细胞。C亚家族有2个成员，即Lymphotac²tin/XCL1和SCM²1h/XCL2，它们由2个Cys组成，仅作用于淋巴细胞。根据功能可把趋化因子分为2类：一类称为炎症型（诱导型）趋化因子，主要参与免疫调节，由脂多糖和细胞因子刺激产生和调节。在炎症时其直接与病原接触，迅速聚集单核细胞、粒细胞产生炎性反应。另一类称为自稳型（构成型）趋化因子，主要调节免疫细胞的移行和淋巴细胞的形成与活化。
1.2 趋化因子受体
趋化因子受体属于G蛋白耦联受体超家族成员，该受体为含有7个疏水性氨基酸的α螺旋穿膜区结构的单链受体，经异源三聚体G蛋白传递信号。趋化因子受体根据其对应的趋化因子分类。目前共发现19种趋化因子受体，其中有6个CXC受体CCXCR1～CXCR5），11个CC受体（CCR1～CCR11），CX3CR1和XCR1[1]。
研究发现趋化因子和受体之间的作用关系是极其复杂的。如除单一的配体²受体结合方式外，还有更复杂的结合方式，一种趋化因子受体可以与多种趋化因子结合，同时一种趋化因子也可以与多种受体结合，这种交叉反应性给单个CK特定功能的研究造成一定的困难。
2 趋化因子受体在BMSC上的表达
BMSC有从循环中迁移到损伤组织中的能力，可能是对损伤中上调的信号的反应。尽管BMSCs穿过内皮细胞层及向损伤组织迁移的机制还不清楚，但趋化因子及受体可能在其中起着重要的作用，因为他们是控制细胞迁移的重要因素。趋化因子在其他类型的祖细胞迁移中作用的研究已有报道，例如CXCL12（SDF²1）及其受体CXCR4在骨髓的记忆、迁移、归巢造血干细胞中起重要作用[2]。
阐明BMSC迁移的调节机制是任何涉及BMSC临床治疗策略成功的决定性因素。因此，研究BMSC在特定生理环境条件下的趋化因子受体表达谱和功能性意义显得非常重要。然而,BMSC的趋化因子受体表达研究刚刚起步,近来许多组织研究了趋化因子受体在BMSC上表达，结果不尽相同。
WYNN等[3]检测了CXCR4在人BMSC上的表达，显示只有1%细胞细胞膜上表达CXCR4，而细胞内CXCR4的表达却很高，高达83%～98%。VON LaTICHAU等[4]报道了CCR1、CCR4、CCR7、CXCR5、CCR10在BMSC上的表达，这些受体在BMSC的迁移中起作用，但没有CXCR4的表达。其他的报道显示了CXCR4的功能性表达[5]；少数细胞（2%～25%）功能性表达CCR1、 CCR7、CXCR4、CXCR6和 CX3CR1[6]；另外，也有部分BMSC功能性表达CXCR4、CX3CR1[7]。然而，这些报道没有研究功能性趋化性因子受体在蛋白水平上的表达。最近有学者用流式细胞仪检测了CCR（除CCR10）、CXCR和CX3CR1的表达[8]，发现43%～70%的BMSC细胞功能性表达（通过趋化性实验检测）CCR1、CCR7、CCR9、CXCR4、CXCR5和CXCR6。另一组用RT²PCR和免疫组化技术检测了BMSC对CCR2、CCR8、CXCR1、CXCR2、和CXCR3的表达[9]。PONTE等[10]检测了CCR2、CCR3、CCR4和CXCR4在hBMSC的表达，并发现TNF²α能增强CCR2、CCR3和CCR4的表达，但对CXCR4无影响。JI等[11]分离和体外培养大鼠BMSC,用流式细胞术（FCAS）和RT²PCR技术分别检测了第4代以内细胞表面4种趋化因子受体(CCR2、CCR5、CXCR4和CX3CR1)以及这些受体转录基因的表达情况。结果全部受体为阳性表达,且这些受体定位于BMSC的细胞膜和细胞浆。BMSCs表达多种趋化因子受体，但各报道各不相同。这反映了培养的BMSC的异质性。VON LaTICHAU等[4]用V40T抗原的重组逆转录病毒感染人骨髓来源的CD34²BMSC，并进行条件永生化,经亚克隆和免疫表型特征鉴定,建立典型的BMSC细胞系CD73(SH3)+、CD105(SH2)+、CD34-、CD14-、CD45-和MHC²Ⅱ类。接着,在同样的实验条件下比较原代培养的CD34²BMSC和永生化细胞系,结果二者的趋化因子受体表达谱具有可比性,即二者细胞表面都表达CCR1、CCR4、CCR7、CCR10和CXCR5。而实时定量RT²PCR可检测到除CCR2和CCR6外的所有受体的mRNA。由此得出同一标本不同亚群细胞之间的差异不是CK受体表达谱异质性的主要原因的结论。因而推测培养条件和培养时间是影响异质性的关键因素。HONCZARENKO等[8]评价了BMSC长期培养对CK受体表达的影响，结果BMSC培养至第12代FACS仅检测出24%～41%的CK受体阳性细胞,第16代降至0～16%。流式细胞的分析图像显现出2个峰,表明在整个细胞群体中受体表达下降或丧失不是一致的,一些细胞仍保持高水平的受体表达,而大多数亚群完全不表达受体。同时,长期培养扩增的BMSC显示出表型的改变和自发凋亡,如黏附分子(ICAM²1、ICAM²2和VCAM²1)和间充质细胞标记物CD157的表达丧失,表明这些细胞逐渐向成熟细胞分化。BMSC表达不同的趋化因子受体表明它们有向不同组织迁移的潜能，并修复组织及减轻炎症。CK受体在BMSC表达的特点可归纳如下:①BMSC存在特定的CK受体表达谱;②CK受体在BMSC的表达呈异质性;③培养条件和培养时间是影响CK受体表达的关键因素。
3 黏附分子与BMSC的迁移
黏附分子是一类介导细胞与细胞、细胞与细胞外基质间黏附作用的膜表面糖蛋白。它们在炎症与免疫应答、肿瘤浸润和转移等多种病理过程中具有重要的作用。
RUSTER等[12]最近研究表明, P²selectin及其配体参与hBMSC的外渗。通过活体显微镜观察，由静脉注入的hMSCs能沿着鼠耳静脉血管壁滚动，而这种现象在P²selectin基因缺陷的鼠中大大减低，又在体外实验中观察到P²selectin抗体能明显减少hBMSC沿脐静脉血管内皮细胞的滚动。因为hBMSC既不表达P²selectin糖蛋白1，也不表达选择性配体CD24，表明hBMSC表达一种新型的与内皮细胞上的P²selectin相对应配体。这些数据表明hBMSC像白细胞一样，沿着内皮细胞滚动是迁移的第一步。有文献报道，E²selectins和L²selectins在hBMSC中表达，它们在BMSC的迁移中可能起重要的作用[13]。
许多整合素分子，如α1、α2、α3、α4、α5、αv、β1、β3、β4 在hBMSC上的表达已有报道，hBMSC也表达黏附分子，包括VCAM²1、ICAM²1、ICAM²3、ALCAM和endoglin/CD105[14]，大约50%的hBMSC被认为表达VLA²4(α4β1，D49d)。用中和抗体的方法研究显示，hBMSC依靠VLA²4对内皮细胞有很大的黏附性[13]。另外，如果用抗体阻断其相应的黏附分子VCAM²1，则能够减弱hMSCs的黏附性。这表明VLA²4/VCAM²1轴介导hBMSC和内皮细胞间的黏附。BROOKE等[15]证实了MSCs表达大量的黏附分子，包括CD29、CD49、CD54、CD56、CD106、CD51，并参与MSCs的迁移。
SEGERS等[16]用TNF²α预处理鼠的心脏，将BMSC注入左心室，24 h后观察其在微血管中的迁移。结果显示TNF²α能明显提高CMVE上的黏附分子的表达。同样，用抗体阻断VCAM²1能明显降低BMSC对内皮细胞的黏附。
现已证实, BMSC能迁移到烧伤模型等的外周血中[17]。比较动员的、循环中的BMSC和组织来源的BMSC黏附分子表达谱的差别，有助于阐明BMSC的归巢机制。
BMSCs能从血循环中跨过内皮细胞迁移到组织,但是BMSC穿越内皮细胞的机制及哪些黏附分子参与还不清楚。SCHMIDT 等[18]在体外将人BMSC与不同来源的内皮细胞共同培养，研究BMSC的迁移机制。30 min后BMSC出现形态学上的改变， 2 h后细胞变扁，进而与内皮细胞层整合。结果表明，即使在体外，剪切流存在时，人BMSC能有效地与内皮细胞接触并穿越内皮细胞层。主动脉插管灌注BMSC的体内研究表明， BMSC灌注后30 min，30%的细胞穿越了内皮组织，60 min后越过内皮组织的细胞可达到50%。
许多参与白细胞贴壁、滚动、黏附、游走的分子，其在BMSCs上也有表达，这些分子包括整合素、选择素和趋化因子受体。其中，P²selectin、VCAM²1在BMSC黏附内皮细胞中起重要的作用。而L²selectin在BMSC中很少表达或不表达，E²selectin的作用还不清楚[13]。 PECAM²1/CD31参与白细胞的迁移，而在BMSC中却没有表达。尽管BMSC迁移的机制与白细胞游走的机制相似，有黏附分子参与，但是具体的参与分子可能不同。
4 展望
BMSC用于许多治疗方法的研究。BMSC具有向许多组织，特别是损伤组织和在病理条件下迁移的特性。BMSC迁移的具体机制还不明确。尽管许多研究表明，趋化因子及其受体和黏附分子参与BMSC的迁移。研究BMSC趋化因子受体和黏附分子的作用，从而可以使我们提高体外培养BMSC向损伤组织或肿瘤迁移的特性。这将促进多种治疗方法的发展，如促进组织的再生、纠正遗传紊乱、减缓慢性炎症及研制用作运载生物学制剂的载体。
【参考文献】
[1]CHARO I, RANSOHOFF R. The many roles of chemokines and chemokine receptors in inflammation[J]. Ngl J Med, 2006,354（6）: 6102621.
[2]LEVESQUE J P, HENDY J, TAKAMATSU Y, et al. Disruption of the CXCR4/CXCL12 chemotactic interaction during hematopoietic stem cell mobilization induced by GCSF or cyclophosphamide[J]. J Clin Invest, 2003,111（2）:1872196.
[3]WYNN R F, HART C A, CORRADI2PERINI C, et al. A small proportion of mesenchymal stem cells strongly expresses functionally active CXCR4 receptor capable of promoting migration to bone marrow[J]. Blood, 2004,104（9）:264322645.
[4]VON LaTICHAU X I V, NOTOHAMIPRODJO M, WECHSELERGER A, et al. Human adult CD342progenitor cells functionally express the chemokine re2ceptors CCR1, CCR4, CCR7, CXCR5, and CCR10 but not CXCR4[J]. Stem Cells Dev, 2005,14(3):3292336.
[5]KORTESIDIS A, ZANNETTINO A, ISENMANN S, et al. Stromal2derived factor21 promotes the growth, survival, and development of human bone marrow stromal stem cells[J]. Blood, 2005,105（10）:379323801.
[6]SORDI V, MALOSIO M L, MARCHESI F, et al. Bone marrow mesenchyma stem cells express a restricted set of functionally active chemokine receptors capable of promoting migration to pancreatic islets[J]. Blood, 2005,106(2):441924427.
[7]LEE R H, HSU S C, MUNOZ J, et al. A subset of human rapidly selfrenewing marrow stromal cells preferentially engraft in mice[J]. Blood, 2006,107(5):215322161.
[8]HONCZARENKO M, LE Y, SWIERKOWSKI M, et al. human bone marrow stromal cells express a distinct set of biologically functional chemokine receptors[J]. Stem Cells, 2006,24(4):103021041.
[9]RINGE J, STRASSBURG S, NEUMANN K, et al. Towards in situ tissue repair: human mesenchymal stem cells express chemokine receptors CXCR1, CXCR2 and CCR2, and migrate upon stimulation with CXCL8 but not CCL2[J]. J Cell Biochem, 2007,101(1):1352146.
[10]PONTE A L, MARAIS E, GALLAY N, et al. The in vitro migration capacity of human bone marrow mesenchymal stem cells: comparison of chemokine and growth factor chemotactic activities[J]. Stem Cells, 2007,25(7):173721745.
[11]JI J F, HE B P, DHEEN S T, et al. Interactions of chemokines and chemokine receptors mediate the migration of mesenchymal stem cells to the impaired site in the brain after hypoglossal nerve injury[J]. Stem Cells, 2004,22(3):4152427.
[12]RUSTER B, GOTTIG S, LUDWIG R J, et al. Mesenchymal stem cells (MSCs) display coordinated rolling and adhesion behavior on endothelial cells[J]. Blood, 2006,108(12):393823944.
[13]SHUR I, MAROM R, LOKIEC F, et al. Identification of cultured progenitor cells from human marrow stroma[J]. J Cell Biochem, 2002,87(1):51257.
[14]KRAMPERA M, PIZZOLO G, APRILI G, et al. Mesenchymal stem cells for bone, cartilage, tendon and skeletal muscle repair[J]. Bone, 2006,39(4):6782683.
[15]BROOKE G, TONG H, LEVESQUE J P, et al. Molecular trafficking mechanisms of multipotent mesenchymal stem cells derived from human bone marrow and placenta[J]. Stem Cells, 2008,17(5):9292940.
[16]SEGERS V F, VAN RIET I, ANDRIES L J, et al. Mesenchymal stem cell adhesion to cardiac microvascular endothelium: activators and mechanisms[J]. Am J Physiol Heart Circ Physiol, 2006,290(4): H1370.
[17]MANSILLA E, MARIN G H, DRAGO H, et al. Blood stream cells phenotypically identical to human mesenchymal bone marrow stem cells circulate in large amounts under the influence of acute large skin damage: new evidence for their use in regenerative medicine[J]. Transplant Proc, 2006,38(3):9672969.
[18]SCHMIDT A, LADAGE D, STEINGEN C, et al. Mesenchymal stem cells transmigrate over the endothelial barrier[J]. Eur J Cell Biol, 2006,85(11):117921188.
作者单位：青岛大学医学院附属医院神经外科，山东 青岛 266003