点击显示 收起
【摘要】 肝癌（hepatocellular carcinoma, HCC）为我国常见恶性肿瘤之一。体内的动物实验以及未经治疗的HCC均存在细胞凋亡现象。 细胞凋亡是一个复杂的网络系统, 受多系统、多水平、多因素共同调控。诱导其细胞凋亡的各种方法在理论上来说就可以治疗肝癌。本文综合论述了有关参与肝癌细胞凋亡的一些因素如p53, Bcl-2, Survivin，caspase，TRAIL， COX-2在调整细胞增殖与细胞凋亡平衡中的相互作用， 以及某些抗肿瘤治疗的可能机制。
【关键词】 细胞凋亡; p53; Survivin; caspase; TRAIL; COX-2
【Abstract】 Hepatocellular carcinoma （HCC） is one of the most lethal malignancies, and is also one most prevalent malignant disease of adults in China. Several molecules including p53, Bax, Bcl-XL, Fas/ Fas ligand, Survivin, NF-κB and caspase are strongly associated with the pathway of apoptosis and affect the chemosensitivity of tumor cells to anticancer agents. This review article will update the role of surviving, p53, Survivin, caspase, TRAIL and COX-2 in apoptosis, and cancer therapeutics.
【Key words】 apoptosis; p53;survivin; caspase; TRAIL; COX-2
肝癌（hepatocellularcarcinoma, HCC）有原发性肝癌和继发性肝癌之分， 原发性肝癌为我国常见恶性肿瘤之一。体外培养的肝癌细胞, 体内的动物实验以及未经治疗的HCC均存在细胞凋亡现象, 凋亡指数的高低直接关系到肝癌患者的预后。细胞凋亡是机体清除衰老、异常细胞, 维持内环境稳定的重要生理功能。免疫应答、造血系统的调控、胚胎的发育、肿瘤的形成都与细胞凋亡息息相关。肿瘤的发生、发展与正常的细胞凋亡过程被抑制， 破坏了细胞增殖与凋亡之间的平衡有一定关系。 现在广泛认为细胞凋亡是一个复杂的网络系统, 受多系统、多水平、多因素、多基因共同调控。诱导其细胞凋亡的各种方法在理论上来说就可以治疗肝癌。本文简单介绍有关参与肝癌细胞凋亡的一些特异性（p53，Fas，Bcl-2/bax基因等）和非特异性信号分子以及其他因素在调整细胞增殖与细胞凋亡平衡中的相互作用， 以及某些抗肿瘤治疗的可能机制。
1 肝癌细胞凋亡通路的基因调控
细胞凋亡是一个多基因调控的复杂过程， 主要是由诱导基因、 抑制基因和双向控制基因相互作用的结果。调控肝癌细胞凋亡的基因分为两大类, 一类是抑制肝癌细胞凋亡的基因, 主要有Bcl-2和生存素（Survivin）；另一类是促进肝癌细胞凋亡的诱导基因, 有p53、Fas/FasL、TRAIL等。通过这些基因的表达和相互作用, 对肝癌细胞凋亡的调控起着重要的作用。
1．1 p53基因 p53基因是目前为止发现的最重要的抑癌基因, p53全长20Kb, 位于人染色体17q13.1,由11个外显子构成, 是细胞生长周期中的负调控因子, 对细胞周期的调控、DNA的修复、细胞分化、细胞凋亡等有重要生物学作用。
目前研究表明, p53促凋亡的途径有两条, 一条是转录依赖途径（Transcription dependent pathway）, 通过抑制抗凋亡蛋白Bcl-2的活性, 诱导促凋亡蛋白Bax、胰岛素样生长因子结合蛋白3（insulin-like growth factor-bindingprotein3, IGF-BP3）的表达和上调Fas受体。另一条是转录非依赖途径途径, p53蛋白与涉及DNA合成、修复和细胞凋亡的蛋白结合形成蛋白复合物, 调节凋亡。p53的生物活性与细胞凋亡的速率有直接的关联，与抑制肿瘤细胞增生、介导凋亡密切相关，与Ras基因表达的控制相关时，肿瘤细胞倾向于转为Fas配体旁路介导的凋亡［1］。
p53分为野生型和突变型, 野生型p53极不稳定, 半衰期仅几分钟, 野生型p53在细胞DNA 损伤时,可使细胞停滞于G1/S期, 在DNA合成前进行修复。野生型p53可提高HCC细胞对化疗药物, 如5-氟尿嘧啶的敏感性, 起到协同作用。野生型p53基因导入细胞，可显著恢复HCC对化疗的敏感性。研究表明，p53促进凋亡使其独立上调了内源性p21（cip1/waf1）和bax蛋白，同时激活了p34（cdc2）激酶，增加了rb2蛋白的水平和磷酸化作用［2］。
几乎所有的肿瘤都存在p53的突变, p53的突变不只是引起野生型p53蛋白的失活, 还可能产生功能不同的突变p53蛋白。突变的p53具有促进细胞转化, 引起肿瘤细胞的大量增殖,抑制细胞的凋亡。据统计p53在HCC中的突变率在（69.37±18.81）%, 分化越差, 突变率越高［3］, 由此产生的大量突变p53蛋白将影响下游基因的调控, 如Bcl-2、bax等。
Lee等［4］用阿霉素在含有p53三种不同状态（野生型p53、突变型p53和剔除p53）的肝癌细胞中做凋亡诱导实验和药物敏感实验，发现含有野生型p53的肝癌细胞株（HepG2）的G1期阻滞发生在DOX治疗后的24h且伴随着p53蛋白的水平随时间的上升，而剔除p53的肝癌细胞（Hep3B）G2/M期的阻滞发生在用药不久且伴随着非p53依赖性的细胞凋亡。含突变型p53的肝癌细胞（Huh-7）无论是在G1还是G2期对DOX都是最不敏感的。可见P53通过促进细胞凋亡，对肝癌耐药性也有逆转作用。Staib等［5］研究发现,在HCC中高表达的HBX可抑制由p53介导的细胞凋亡。人巨细胞病毒增强剂（adCMV-p53w）不论对全身或局部治疗HCCs突变p53的表达均有效［6］。人参皂苷（Ginsenoside-Rs4，G-Rs4）引起的凋亡主要是选择性地升高了人类肝SK-HEP-1细胞中p53蛋白的水平和p21WAF1（野生型p53激活片段）的水平的结果［7］。 p73蛋白是第一个证明与p53同源的抑癌基因，多变量解析显示p73表达状况与预后在统计学上有明显的相关性，即阳性者预后较差［8］。
1．2 Fas基因 Fas/FasL系统是机体重要的细胞凋亡系统,它包括Fas、FasL 及它们的可溶性形式sFas、sFasL。Fas蛋白为Ⅰ型跨膜蛋白,属于肿瘤坏死因子家族,分为胞外区、跨膜区和胞浆区。胞外区的N端有一个约含80个氨基酸的死亡域, 与凋亡信号传导有关。Fas主要以膜受体形式存在, 可通过转录水平的不同剪接产生多种可溶性Fas分子（sFas）, 它与Fas较相似, 但缺少跨膜结构域, 与FasL结合后可对Fas介导的细胞凋亡起重要的负调节作用。一般认为导致肝癌细胞凋亡是由于Fas受体的激活和之后的Caspase-8的激活， 或者通过FasL的上调［9,10］。部分抗肝癌药物（如干扰素）即是通过该途径［11］。Fas在HCC中表达明显减少, 甚至完全丧失,而且Fas的表达与HCC的分化程度有关,分化程度愈低, Fas表达愈少。多数HCC 对Fas/FasL介导的细胞凋亡耐受,可能是HCC 上的Fas表达较少, 或者sFas竞争性地与FasL结合, 阻断了Fas/FasL介导的细胞凋亡。有报道HCC表达高水平的Fas和FasL在同一个区域, 且对Fas/FasL介导的细胞凋亡耐受［12］, 认为可能是HCC上的FasL与抗肿瘤淋巴细胞Fas结合, 引起淋巴细胞的死亡, 逃脱免疫监视；Fas介导的细胞凋亡受多种蛋白及酶类影响, 如肿瘤细胞上的Fas相关磷酸脂酶-1、FLIP（FLICE/Caspase-8inhibitoryprotein）可与Fas受体结合, 抑制Fas介导的信号传导。Bcl-2、p53以及一些癌基因对Fas也具有重要的调节作用［13］。
1．3 Bcl-2基因 原癌基因Bcl-2是抑制细胞凋亡的重要基因，根据在细胞凋亡中的作用分为两大类,一类是抑制细胞凋亡（Bcl-2、Bcl-w、Bcl-xl、bf1-1、brag-1、mcl-1和A1等）, 另一类为促进细胞凋亡（bax、bak、bik、bad、Bcl-xs、bid和hrk等）［14］。Bcl-2、Bcl-xl确切抗凋亡机制尚未完全明了, 其可能机制:（1）抑制线粒体释放促凋亡蛋白;（2）抑制促凋亡蛋白bax的细胞毒性;（3）直接的抗氧化作用;（4）影响细胞的跨膜转运, 改变钙离子分布, 调节钙离子激活内切酶和谷氨酰转移酶;（5）Bcl-2阻止p53诱导的细胞凋亡。在多数HCC中Bcl-2高表达, 其阳性率明显高于癌前组织, 且HCC分化越低, Bcl-2表达越高［15］。Chang等［16］用pcDNA3-Bcl-2转染Fas表达阳性的BCL-7404肝癌细胞, 过度表达的Bcl-2抑制了Fas介导的细胞凋亡, 同时发现, 高表达的bax并不能对抗Bcl-2对Fas介导的细胞凋亡的抑制, bid是Bcl-2与Fas凋亡途径的一个重要调节物。 bax和bid都是凋亡促进剂, bid只有BH3结构域, bax有所有的4个BH 结构域, bid和bax的BH3都能与Bcl-2的BH1、BH2结合形成二聚体, 但bid的C末端与Bcl-2的结合能力更强, 因此bid对抗Bcl-2的功能更强。其在人肝癌细胞中保护一些特定的肿瘤细胞（如HepG2）免受Fas介导的凋亡、抑制C-myc介导的肝癌发生、干扰肝细胞增生［17］。
Bcl-2在急性肝炎的胆管中存在，在肝癌中失表达。其高表达可导致肝癌细胞对多种促凋亡因素如药物、γ射线及cytokin等耐药，而诱导剂（天花粉、氧化砷）通过下调肿瘤细胞Bcl-2的表达诱导肝癌细胞的凋亡。Bax高表达能增强由Adriamycin诱导的 HCC-9204细胞的凋亡，增强细胞对凋亡的敏感性［18］。
1．4 Survivin基因 Survivin是新近发现的凋亡抑制蛋白（inhibitor of apoptosis protein, IAP）的新成员，与其他IAP成员不同，结构独特，只含有一个杆状病毒IAP重复序列（baculovirus IAP repeat）和非锌指结构，Survivin位于人染色体17q25,含有4个外显子和3个内含子,相对分子质量为25×103［19］。研究发现Survivin 在肝癌中具有选择性表达的特性，这一特性为其在原发性肝癌中治疗靶点作用提供了理论依据。
Survivin与凋亡抑制呈正相关，与预后密切相关。 Ikeguchi等［20］对57例HCC检测发现,41%的肝癌组织有Survivin mRNA的表达,其表达与年龄、性别、肿瘤大小无关,在正常肝组织中没有检测到,Survivin表达阳性的肝癌组织的凋亡指数显著低于Survivin表达阴性的肝癌组织。但是目前对Survivin的功能尚存争议。一些研究显示, Survivin对细胞凋亡以及增殖并无明显影响。另外一些研究则显示，Survivin具有抑制凋亡和调节细胞分裂的双重功能,有助于多种肿瘤细胞低预各种凋亡刺激。Survivin抑制凋亡的机制是通过BIR功能区直接影响凋亡信号传导通路的终末效应分子Caspase-3或Caspase-7的活化,从而抑制多种上游信号所诱导的凋亡, 也发现Survivin抑制细胞色素C从线粒体释放, 阻断上游信号分子Caspase-9的活化,从而阻断细胞凋亡信号的传导 ［19,27］。
GaoYan等［21］设计一对Survivin-siRNA,体外转录制备siRNA, 观察了应用RNAi技术靶向封闭Survivin基因对肝癌细胞株HepG2增殖和凋亡的影响, 细胞凋亡检测发现细胞凋亡率并无变化。而王颖等［22］发现不同浓度 Survivin siRNA 转染能下调survivin 蛋白和 mRNA 表达，诱导肝癌细胞凋亡，抑制细胞增殖，增加肝癌细胞对化疗药物的敏感性,提示采用基因技术封闭 survivin 蛋白表达，可以解除 survivin 对凋亡的抑制作用，诱导肿瘤细胞凋亡，从而达到治疗的目的。另外据文献报道, Survivin反义核酸能够明显诱导肿瘤细胞凋亡和抑制增值，是肿瘤反义期治疗的较理想的靶基因。Chen等［23］发现, 在SMMC-7721 细胞中Caspase-3的活性水平极低。这有利于肝癌细胞逃避凋亡,维持较高的增殖活性。而在Survivin ASODN 转染后, Caspase-3 活性水平呈剂量依赖性升高, 说明在SMMC-7721 细胞中Caspase-3 的低活性状态可能是由于Survivin 表达所致；以ASODN 封闭Survivin基因表达导致的Caspase-3活化, 是其诱导肝癌细胞凋亡过程中的关键环节。Cheng等［24］发现RNAi能降低SMMC-7721 细胞中Survivin基因表达，从而诱导细胞凋亡和抑制肿瘤细胞的生长。
尽管Survivin对细胞凋亡以及增殖的影响目前还存在争议，已有结果显示Survivin机制的研究有助于对肝癌细胞凋亡的认识，为抗癌治疗提供有效靶点有着重要的意义。
2 调控肝癌细胞凋亡的其他因素
除基因外，很多酶、信号分子等参与凋亡的启动和调节，如Caspase家族，TGF/TGF受体, TNF家族, COX-2等，调整着细胞增殖与凋亡的平衡。
2.1 半胱天冬酶（Caspase）家族 细胞凋亡的核心成分是半胱氨酸蛋白酶家族，凋亡可能就是蛋白酶级联切割的过程。其中研究最多，功能相对较明确的为Caspase-3, 是哺乳动物细胞凋亡的关键蛋白酶之一，为凋亡的效应分子，被称为凋亡的“执行者”［25］。经典的细胞凋亡途径有两条，分别是细胞外途径（细胞表面死亡受体途径）和细胞内途径（线粒体引发途径）。
在细胞外途径中，死亡信号的传导依赖于死亡配体与受体（如TNF-α和TNFR, FasL和Fas）的结合，接着死亡受体的死亡结构域（DD）与信号传导分子（如FADD）结合，而FADD又可与Caspase-8酶原的DED相连接，形成死亡诱导信号复合物（DISC），随之Caspase-8被激活，它通过裂解BID使线粒体释放细胞色素C，或直接作用Caspase-3及其他下游的Caspase。有研究显示激活的Caspase-3可裂解相应的胞核内底物DNA修复酶（poly ADP-ribose polymerase， PARP），使PARP失去对DNA的修复功能，导致细胞转向凋亡 ［26］。
研究发现在Fas介导肝癌细胞系凋亡过程中，Caspase-3活性增高，使用Caspase-3抑制剂DEVDCHO能显著抑制Caspase-3的活化，藉此抑制Fas介导的细胞凋亡。而ICE抑制剂YVADCHO则不能抑制Fas介导的细胞凋亡。提示在Fas介导的人肝癌细胞系凋亡过程中，主要起作用的是Caspase-3，而不是ICEa。于合成紫花茄皂贰诱导人肝癌细胞株Bcl-7402凋亡的体外实验中发现，紫花茄皂贰通过上调细胞内细胞色素C的表达水平而激活Caspase-3，从而导致细胞凋亡［17］。NK-104是日本新近研制的第三代HMG-CoA还原酶抑制剂，研究结果表明10 μmol/L NK-104能够增强Caspase-3的活性，加入MEV能够消除NK-104的这种诱导作用 ［27］。Caspase可被多种物质激活，一般认为化疗药物以及高渗引起细胞凋亡大多通过激活Caspase-3起作用［28］。 低浓度的谷胱甘肽-阿霉素（GSH-DXR）比DXR更有效地引起鼠肝细胞（AH66）的凋亡，并能提高Caspase-3大约100倍。两种药物处理12和15h后可见Caspase-3的活性增加和DNA的断裂［29］。可见凋亡前各种强信号激活Caspase-3是凋亡突增的必经途径。
在细胞内途径中，细胞内的死亡信号，如DNA损伤、毒素、Bax、癌基因抑制剂、紫外照射和ATP耗竭等均可诱发线粒体释放细胞色素C（ cyt c）到胞质，随即 ATP 依赖性激活凋亡蛋白水解酶活化因子-1（apoptotic protease-activating factor1，Apaf-1）。 在这一途径中， cyt c 的释放是该调节通路中的关键事件，它可导致由 cyt c，Apaf-1 和 procaspase-9 构成的“凋亡体”（apoptosome）形成，从而激活 caspase-9。 活化的caspase-9 从“凋亡体”中释放出来，进而引发 caspase级联放大反应，最终导致细胞凋亡。以往研究中已证实氟尿嘧啶可诱导肝癌细胞凋亡，并有外源性通路上的相关基因参与调控。最近研究显示在氟尿嘧啶诱导肝癌细胞凋亡过程中caspase-9 被活化，活性明显增强，caspase-9 抑制剂可阻断这一过程。表明 caspase-9参与了氟尿嘧啶诱导的肝癌细胞凋亡［30］。 Cyt c 由核基因编码，在核糖体中合成前体物阿朴细胞色素 c（apocytochrome c）后转运入线粒体。 Diekert 等［31］发现，在apocytochrome c 转运进入线粒体时需要 TOM 复合体，并认为 TOM 复合体是包括 apocytochrome c 在内的细胞凋亡相关蛋白进入线粒体的共同通路。在三氧化二砷（As2O3）诱导肝癌细胞凋亡的基因分析中显示线粒体外膜受体TOM20基因表达上调。
综上所述，Caspase-3、 caspase-9 的活化被认为是细胞凋亡机制中的重要环节。目前的关键问题是Caspase-3、 caspase-9等在多种因素诱导的肝癌细胞凋亡中是否起独立作用，其表达与肿瘤细胞的凋亡是否存在必然关系，另外，其激活机制及联系尚未清楚，有待于我们进一步的深入研究。
2.2 坏死因子相关凋亡诱导配体（tumornecrosisfactor-related apoptosis-inducing ligand, TRAIL）TRAIL是肿瘤坏死因子（tumornecrosisfamily, TNF）家族成员, 可与TNF受体超家族成员类似的胞浆死亡结构域结合, 通过死亡结构域激发和传导死亡信号, 激活Caspase蛋白酶级联反应, 导致细胞凋亡。TRAIL的一个显著特点就是能在各种转化细胞中选择性导致凋亡，但在正常组织中却无此作用。
在对肝癌的研究中发现, 尽管大部分的人类肿瘤对TRAIL诱导的凋亡敏感, 但HCC对TRAIL诱导的细胞凋亡明显耐受［32］。TRAIL可以诱导NF-κB表达的增高, 后者可抗细胞的凋亡。有学者用特异性的NF-κB抑制剂SN50 作用于TRAIL 诱导的HCC细胞凋亡, 发现该抑制剂对TRAIL诱导的细胞凋亡没有多大影响, 表明TRAIL诱导的NF-κB活性升高与TRAIL对HCC诱导的细胞凋亡耐受并不相关联。 认为HCC对TRAIL诱导的细胞凋亡耐受可能是肿瘤细胞内存在凋亡抑制剂, 如cFILP（Caspase8/FLICEinhibitory protein, cFILP）、Bcl-xl、Bax、bid等［33］。 也有研究发现经TRAIL处理后，肝癌细胞出现了凋亡的同时Bcl-2, Bcl-XL抗凋亡蛋白的表达均呈上升趋势，而促凋亡蛋白Bax的表达却呈现出下降的趋势。深入研究发现经TRAIL处理后细胞的NF-κB活性明显升高，提示肝癌细胞经TRAIL刺激后，细胞内的NF-κB被激活，进而后者又导致了抗凋亡蛋白表达上调，促凋亡蛋白表达下降，使得细胞具有药物抵抗性。NF-κB的蛋白酶抑制剂MG-132与TRAIL联合应用后细胞凋亡程度明显高于单独使用TRAIL组，而MG-132本身并无明显诱导凋亡的作用；同时，两者联合应用后，MG-132也显著抑制了TRAIL刺激细胞NF-κB活性增高的现象。进一步证明 NF-κB参与了TRAIL诱导细胞凋亡过程中所同时激发的细胞抵抗作用［34］。
另外，TRAIL在肝癌的基因治疗中可以起到旁观者效应,即可使转导目的基因的肿瘤细胞死亡,同时又可使临近没有转导目的基因的肿瘤细胞死亡,可在相同转导效率的情况下提高目的基因对肿瘤细胞的杀伤,在一定程度上解决目的基因转导效率低的问题。Zhang等［35］发现人端粒酶逆转录酶hTERT干扰明显增加TRAIL诱导的肝癌细胞凋亡,其机制可能与ProCaspase-8表达增加，端粒酶活性降低和端粒酶长度短有关，而与Bcl-2和Bax无关，但是hTERT干扰后通过何种途径增加TRAIL抗癌活性仍然需要进一步的研究。
2.3 环氧化酶-2（Cycloxygenase-2， COX-2） COX-2对肿瘤的重要作用之一是抑制肿瘤细胞凋亡的发生，研究发现，COX-2特异性抑制剂和非特异性抑制剂非甾体类抗炎药在多种肿瘤细胞包括结肠癌、胰腺癌等均可引起凋亡［36,37］ 。Nunez等［38］也认为COX-2促进肝癌细胞增殖的作用是通过抑制凋亡来实现的，并指出用COX-2抑制剂来预防和治疗早期肝癌是有价值的，提示COX-2在抑制肝癌细胞凋亡方面发挥重要作用。
有资料表明，COX-2的诱导和Bcl-2表达增高有关，用COX-2抑制剂治疗可引起Bcl-2表达降低［39］。但是Kern等［40］的COX-2抑制剂对人肝癌细胞凋亡诱导的研究指出，COX-2抑制剂诱导的凋亡不依赖Bcl-2, AKT的磷酸化水平，而与半胧氨酸蛋白酶Caspase-9, Caspase-3, Caspase-6的活化有密切关系。Park等［41］则认为NS-398诱导Hep3B 肝癌细胞株的凋亡是不依赖半胱氨酸蛋白酶的凋亡。COX-2调节肝癌细胞凋亡的可能机制还与其下游各种前列腺素及血栓素结合的相应受体有关，其中之一是PPAR，有研究表明，PPAR8的活化能诱导肝癌细胞中COX-2基因的表达和细胞增殖，其主要机制可能是下调肿瘤坏死因子。抑制NF-κB活性，从而抑制肝细胞的凋亡［42］。
用COX-2抑制剂塞来西布（celecoxib）处理过的HCC细胞显示AKT活性明显降低，并且呈现出凋亡的形态和生物学特性，COX-2的过表达或外加PGEl可以部分阻止塞来考西导致的细胞凋亡［43］。Schmidt等［44］体外实验研究中发现，联合应用COX-2抑制剂NS-398和MEK抑制剂U0126可协同增强Hep3B和HepG2肝癌细胞的凋亡，并认为其机制是协同增加了抗凋亡蛋白Bcl-xL的表达，增强了抗癌抗菌素的作用。既往的研究普遍认为AS可安全用于肿瘤的对症或辅助治疗。但流行病学调查资料显示，AS对肠道外肿瘤无明显的抗癌作用。相反何志旭等［45］发现，AS可保护SMMC7721肝癌细胞对抗过氧化物诱导的凋亡和坏死作用， 其机制与ＡＳ增加肝癌细胞铁蛋白表达有关。该结果显示AS对肠道外肿瘤不但没有抗癌功效，反而有可能对癌细胞具有保护作用，同时提示COX-2的表达可能是该类药物抗癌作用的前提。
3 结语
化疗用于临床治疗肿瘤已 50 余年，取得了一定的疗效，但至今仍无突破性进展。化疗作用及肿瘤耐药的分子机制至今仍不十分清楚。新近研究表明，大多数甚至所有化疗药物均通过诱导肿瘤细胞凋亡发挥杀灭肿瘤细胞的效应。细胞凋亡对肿瘤的发生、发展有着十分重要的作用。基因对细胞凋亡的调控是一个复杂、缜密的系统, 还有很多未知、未解的机制需要进-步的探索和研究。肝癌的发生与耐药均是因为细胞的内在凋亡机制缺陷所，肝癌细胞凋亡机制的阐明无疑会为克服化疗耐药，改善疗效，寻找新的肿瘤治疗靶点和策略提供契机。究竟哪一条通路在化疗诱导肝癌细胞凋亡中为主，是否两条通路都同时参与或者有其他重要的相关因素，两条通路之间是否存在联系以及存在何种关系，均有待深入研究。
随着细胞凋亡研究的深入, 肝癌的发病机制将会逐步明朗, 肝癌的治疗措施也会更加完善。为研发新型肿瘤防治药物提供作用靶点和阐明药物的作用机制。从分子水平阐明肿瘤发生，发展的机制，有助于开发完善新的检测与治疗手段。
【参考文献】
1 Reiser M,Neumann I,Schmiegel W, et al. Induction of cell proliferation arrest and apoptosis in hepatoma cells through adenoviral mediated transfer of p53 gene.Journal of Hepatology,2000, 32:771-782.
2 Hsu SL, Chen MC,Chon YH, et al. Induction of p21（CIP1/Wafl） and activation of p34（cde2） involved in retinoic acid induced apoptosis in human hepatoma Hep3B cells.Experimental Cell Res,1999, 248:87-96.
3 Xiao EH, Li JQ, Huang JF. Effects of p53 on apoptosis and proliferation of hepatocellular carcinoma cells treated withtr an scatheter arterial chemoembolization. World J Gastroenterol, 2004, 10（2）: 190-194.
4 Terence Kin-Wah Lee, Tracy Ching-Man Lau, Irene OilinNg. Doxorubicin-induced apoptosis and chemosensitivityin hepatoma cell lines .Cancer Chemother Pharmacol,2002, 49:78-86.
5 Staib F, Hussain SP, Hofseth LJ, et al. TP53 and liver carcinogenesis. Hum Mutat, 2003, 21（3）: 201-216.
6 Choi JY,Park YM,byun BH,et al. Adenovirus mediated p53 tumor suppressor gene therapy against subcutaneous HuH7 bepatoma cell line nodule of nude mice. Journal of Korean Medical Science , 1999 ,14（3）:271-276.
7 KimS E,Lee YH，Park J H,et al. Ginsenoside Rs4,a new type of ginseng saponin concurrently induces apoptosis and selectively elevates protein levels of p53 and p21WAF1 in human hepatoma SK HEP 1 cells.Eur J Cancer, 1999, 35:507-511.
8 Tannapfel A, Wasner MK, Rause K,et al. Expression of p73 and its relation to histopathology and prognosis in hepatocellular careinoma. Journal of the National Cancer Institute, 1999, 91: 1154-1158.
9 Castaneda F, Kime RK. Apoptosis induced in HepG2 cells by short exposure to millimolar concentrations of ethanol involves the Fas receptor pathway.J CancerRes Clin Oncol, 2001, 127:418-424.
10 Eichhorst ST,muller M,Li Weber M. A novel AP-1 element in the CD95 ligand promoter is required for induction of apoptosis in hepatocellular carcinoma cells upon treatment with anticancer drugs.Mol Cell Bio, 2000, 20:7826-7837.
11 Shin EC, Shin WC, Choi Y,et al. Effect of interferon gamma on the suseeptibility to Fas （CD95/APO 1） mediated cell death in human hepatoma cells. Cancer Immunology lmmunotherapy, 2001, 50（1）:23-30.
12 Patel T. Immune escape in hepatocellular cancer: is a good offense the best defense Hepatology, 1999, 30（2）: 576-578.
13 Shin EC,Seong YR, Kim CH, et al. Human hepatocellular carcinoma cells resist to TRAIL-induced apoptosis, and the resistance is abolished by cisplatin. Exp Mol Med, 2002, 34（2）: 114-122.
14 Power C,Fanning N, Redmond HP.Cellular apoptosis and organ injury in sepsis:a r eview.Shock, 2002,18（3）:197-211.
15 GuoXZ, Shao XD, Liu MP, et al. Effect of bax, bcl-2 and bcl-xL on regulating apoptos is in tissues of normal liver and hepatocellular carcinoma.World J Gastroenterol. 2002, 8（6）:1059-1062.
16 Chang YC,Xu YH. Expression of Bcl-2 inhibited Fas-mediated apoptosis in human hepatocellular carcinoma BEL-7404 cells.Cell Res,2000, 10（3）:233-242.
17 马朋，曹同涛，顾国峰，等.合成紫花茄皂贰诱导人肝癌细胞株Bcl-7402凋亡的作用机制.癌症,2006, 25（4）:438-442.
18 Zheng Jian-yong,Li Jiang, Li Kai-zong. Bax over expression enhances apoptosis induced by adriamycin in HCC-9204 cells. Chinese Journal of Cancer Research, 2004, 16（3）:157-161.
19 Kishi H, Igawa M, Kikuno N, et al. Expression of the surviving gene in prostate cancer: correlation with clinicopathological characteristics, proliferative activity and apoptosis.J Urol, 2004, 171（5）: 1855-1860.
20 Ikeguchi M, Ueda T, Sakatani T, et al. Expression of surviving messenger RNA correlates with poor prognosis in patients with hepatocellular carcinoma. Diagn Mol Pathol, 2002, 11（1）: 33-40.
21 Gao Yan, Du Ji-hui，Liang Dan-long.The Effect of Surviving Gene Silencing Mediated by RNA Interference on Apoptosis and Proliferation in Hepatoceellular Carcinoma Cell Line HepG2.Clin digest, 2007,19（3）:88.
22 WANG Y，CAI GX，WU L.siRNA Targeting Survivin Inducing Liver Cancer Cell Apoptosis. Herald of Medicine, 2006,25 （7 ）:648-652.
23 Chen Tao,Tian Fu-zhou,Cai Zhong-hong,et al. Changes of hepatocellular carcinoma cell structures during apoptosis induced by Murvivinantisense oligonucleotide.Chin J Gen Surg,2003, 18（11）: 676-679.
24 Sheng-quan Cheng，Wen-liang Wang，Wei Yan，et al. Knockdown of survivin gene expression by RNAi induces apoptosis in human hepatocellular carcinoma cell line SMMC-7721.World J Gstruenterol ,2005,11（5）:756-759.
25 Hara A,Yashimi N,Yamada Y, et al. Effects of Fas mediated liver cell apoptosis on diethylnieosamine-indueed hepatocarcinogenesis in mice. Br J Cancer, 2000,82:467-471.
26 Shin EC,Shin WC,Choi Y, et al. Effect of interferon gamma on the suseeptibility to Fas （CD95/APO1） mediated cell death in human hepatoma cells.Cancer Immunology lmmunotherapy, 2001,50:23-30.
27 Ju-yong Wang， Zhen-ye XU.Effects of NK-104 on apoptosis and caspase-3 activity in hepatocellular carcinoma cells.Journal of Chinese Integrative Medicine, 2007,5（3）:298-301.
28 Chan WH,Yu JS,Yang SD.PAK2 is cleaved and activated during hyperosmotic shock induced apoptosis via a caspaac dependent mechanism:evidence for the involvement of oxidative streas.Journal of Cellular Physiology, 1999 ,178:397-408.
29 Asakura T,Sawai T,Hashidume Y,et al. Caspase 3aetivation during apoptosis caused by glutathione doxorubicin conjugate.Br J Cancer, 1999,80:711-715.
30 杨建青,黄柏英,吕新生,等. Caspase-9在氟尿嘧啶诱导的肝癌细胞凋亡中的作用.中国普通外科杂志,2003,3:173-175.
31 Diekert K，de Kroon AI，Ahting U. Apocytochrome c requires the TOM complex for translocation across the mitochondrial outer membrane. EMBO J, 2001, 20:5626 - 5635.
32 Lee SH, Shin MS, Lee HS, et al. Expression of Fas and Fas-related molecules in human hepatocellular carcinoma. Hum Pathol, 2001, 32（3）: 250-256.
33 Chen XP, He SQ, Wang HP, et al. Expression of TNF related apoptosis-inducing Ligand receptors and antitumor tumor effects of TNF-related apoptosis-inducing Ligand in human hepatocellular carcinoma. World J Gastroenterol, 2003, 9（11）: 2433-2440.
34 Yu M, Li Q, Hao JH, et al. Role of NF-κB in induction of apoptosis of hepatocellular caocinoma cells with TRAIL. Chin J Hepatobiliary Surg, 2006, 12 （12 ）:850-853.
35 Zhang Ru-gang, Fang Dian-chun, Ning Xiao-yan, et al. Mechanism of human reverse transcriptase RNAi which increases hepatocellular carcinoma cell apoptosis induced by TRAIL. Chin J Hepatol,2007,15（ 1）:32-36.
36 Sun Y ,Tang X M, Half E ,et al. Cyclooxygenase-2 over expression reduces a poptotic susceptibility by inhibitingt hecytochrome c-dependent a poptotic pathwayi nh umanc olonc ancercells. Cancer R es,2002 ,62 （21）:6323-6328.
37 Ding X Z,Tong W G, AdrianTE,et al.Block adeofcyclooxygenase-2 inhibits proliferation and induces apoptosis in human pancreatic cancer cells. Anti cancer Res,2000,20（4）:2625-2631.
38 Nunez M artinez O ,Clemente Ricote G ,Garcia M onzon C .Roleofcyclooxygenase-2 in the pathogenesis of chronicl iver diseases. Med Clin（Bare）,2003 ,121（19） :743-743.
39 Cao Y,Pearman A T, Zimmerman G A, et al. Intracelular unesterifiedarachiclonic acid signals poptosis. Proc Nat lAcad Sci USA. 2000, 97 （21） :11280-11285.
40 Kern MA,Schubert D,Sahi D ,et al. Proapoptotic and antiproliferative potential of selective cyclooxygenase-2 inhibitors in human liver tumor cells. Hepatology, 2002,36:885-894.
41 Park MK,Hwang S Y,Kim JO,et al. NS398 inhibits the growth of Hep3B human hepatocelular carcinoma cells via caspase-independent apoptosis. Mol Cells, 2004, 17（1）: 45-50.
42 Cheng A S, Chan H L, Leung W K, et al. Expression of HBx and COX-2 in chronich epatitis B , cirrhosis and hepatocellular carcinoma: implication of HBx in up regulation of COX-2. Mod Patho1, 2004, 17（10） :1169 -1179.
43 Leng J, Han C, Demetris A J, et al. Cyclooxygenase-2 promotes hepatocelular carcinoma cel growth through Akt activation; evidence for Akt inhibition in celecoxib-induced apoptosis. Hepatology, 2003, 38（3）; 756-768.
44 Schmidt C M,Wang Y, Wiesenauer C. Novel combination of cyclooxygenase-2 and M EK inhibitors in human hepatocellular carcinoma provides a synergistic increase in apoptosis. J Gastrointest Surg, 2003 ,7 （8）;1024-1033.
45 He ZH, Liao QK, Luo CH.The mechanism of inhibitory effect of aspirin on hydrogen peroxide-induced apoptosis and necrosis in hepatoma cells. Chin J, 2002, 22（11）:660-664.
作者单位：210009 江苏南京,中国药科大学临床药学教研室（△通讯作者）